I) Les méthodes d’observation
1) Méthodes et techniques d’observations des cellules
L’observation des cellules est délicate du fait de leurs très
petites tailles, et nécessite un certain nombre d’appareillages dont les
microscopes. On distingue deux grands types de microscopes suivant leur
résolution : les microscopes optiques et les microscopes électroniques.
a) Microscopes optiques
Les microscopes optiques (à lumière ou
photoniques) permettent l’observation de cellules vivantes ou mortes, grâce à
des coupes très fines de préparations fixées. Les microscopes optiques
utilisent de la lumière visible et la qualité de l’image dépend du pouvoir
séparateur qui donne la résolution du microscope limitée par la longueur d’onde
de la radiation lumineuse. On obtient donc un grossissement x1000.
Pour les microscopes optiques à fluorescence la
lumière reçue par l’œil ne traverse pas l’objet ; ici on utilise des molécules
fluorescentes appelées des fluorochromes, qui sont utilisés comme colorant. La
lumière excite les fluorochromes qui réémettent dans des plus grandes longueurs
d’ondes c’est-à-dire dans des énergies plus basses.
Dans ce type de microscope on utilise des filtres qui permettent la
formation d’une lumière monochromatique qui éclairera l’échantillon (cf.
cours de physique). Les microscopes optiques à fluorescence nécessitent des
cellules fixées, des coupes minces et entraînent malheureusement des
superpositions d’images.
Les microscopes optiques à fluorescence sont souvent équipés
de microscopie confocale qui remédie à la superposition
d’images, en étudiant la cellule plan par plan.
b) Microscopes électroniques
Les microscopes électroniques utilisent des
faisceaux d’électrons qui sont chargés, possèdent une masse et se comportent
comme une onde. Plus les électrons sont accélérés plus les longueurs d’onde
diminuent et plus la résolution augmente. Ces électrons possèdent des
compartiments possédant un vide parfait afin de maintenir rectiligne les
faisceaux d’électrons, et des lentilles électromagnétiques qui forment un
condensateur. On obtient ici un grossissement x 100 000. Les microscopes
électroniques nécessitent la déshydratation de l’échantillon et donc la mort
des cellules et du fait du faible pouvoir pénétrant des électrons les
échantillons doivent être sous forme de coupes ultra fines et donc soumis à des
inclusions.
La microscopie électronique à balayage consiste à
balayer une préparation par un faisceau d’électrons, permettant la mise en
évidence des reliefs de l’échantillon.
2) Techniques de préparation des échantillons
a) Etudes des structures
Afin d’étudier des structures on utilise un certain nombre de
techniques : préparation des coupes fines, coloration négative, ombrage
métallique, cryodécapage.
La préparation
des coupes fines se fait en plusieurs étapes :
- La
fixation se fait par le formaldéhyde et le glutaraldéhyde,
qui sont des aldéhydes très réactifs. Malheureusement la fixation tue les
cellules mais permet leur immobilisation et leur conservation.
- La
déshydratation permet l’élimination de l’eau en la remplaçant par des
solvants de types xylène ettoluène.
- L’inclusion
dans de la résine, cire ou paraffine, permet une solidification de
l’échantillon, par leur polymérisation.
- La
formation des coupes ultrafines est réalisée par des microtomes.
- La
coloration des coupes se fait par différents types de colorants ou
méthodes de mise en évidence :
- Les colorants
métachromatiques qui changent de couleur suivant la nature des
structures colorées. On donnera comme exemple le May-Grunwald-Giemsa (MGG),
qui correspond à l’association d’éosine et de bleu de méthylène,
permettant la coloration des frottis sanguins.
- Les colorants
histochimiques comme l’acide périodique de Schiff qui
colore les polysaccharides et le noir soudan qui colore les lipides.
- La méthode
histo-enzymatique qui permet la formation d’un produit coloré
par action d’une enzyme sur son substrat incolore.
- Le montage
rend la préparation observable.
La coloration négative permet de mettre en
évidence le contour de petits objets, grâce à des projections de métaux lourds
sur la préparation.
Les ombrages métalliques permettent d’accentuer
les reliefs d’un objet en vaporisant sous vide une très fine couche métallique
avec un certain angle d’incidence entraînant la formation d’ombre portée.
b) Mise en culture
La culture cellulaire est obtenue après le maintien en vie de
cellules plus de 24 heures dans un milieu de culture artificielle. On met en
évidence deux types de cultures :
- Les cultures
organotypiques sont soumises à un maintien de la différentiation
morphologique et fonctionnelle. Ces fragments d’organes ou tissus sont
appelés des explants.
- Les cultures
histiotypiques correspondent à une multiplication active mais
sans maintien de l’organisation.
II) Les méthodes de fractionnement subcellulaire
Les méthodes de fractionnement subcellulaire consistent à séparer
les différents composants cellulaires par destruction de la membrane plasmique,
puis par désorganisation de la cellule.
1) Homogénéisation
Le but de l’homogénéisation est de rompre la membrane plasmique (ou
la paroi pour les cellules végétales et fongique). Pour se faire on met les
cellules en suspension dans un tampon de pH et de force ionique connus.
L’homogénéiseur est un tube de verre dans lequel on
place la préparation puis un piston en verre. La cellule passera entre le tube
de verre et le piston, sera ainsi comprimée et éclatera, libérant son contenu
dans le tampon.
On obtient un homogénat avec tous les constituants de la cellule.
La plupart des organites restent intactes, mais sans précaution particulière
l’appareil de Golgi et le réticulum endoplasmique vont être fragmentés sous
forme de vésicules appelées microsomes.
2) Purification
a) Centrifugation différentielle
La centrifugation différentielle permet la purification de
l’homogénat en fonction de la taille et de la densité de ses constituants. Pour
se faire on centrifuge l’homogénat à différentes vitesses ; à chaque vitesse,
différents organites se déposent dans le culot, qui sera prélevé :
- A 600g, on
observe la sédimentation du noyau et du cytosquelette.
- A 15 000g,
on observe la sédimentation des mitochondries, des lysosomes et des
peroxysomes.
- A 100 000g
(ultracentrifugation), on observe la sédimentation de la membrane
plasmique, des microsomes et des grands polysomes.
- A 200
000g, on observe la sédimentation des ribosomes et des petits polysomes.
Ce qui reste à la fin c’est la fraction hydrosoluble du cytosol.
b) Centrifugation par gradient préformé
La centrifugation par gradient préformé consiste à déposer une
mince couche d’homogénat au dessus de la solution de saccharose dont la
concentration varie de façon régulière et décroissante du bas vers le haut. Les
différents constituants de l’homogénat sédimentent tous à des vitesses
différentes, on obtient ainsi différentes bandes (la couche la plus dense étant
au fond) que l’on séparera.
La vitesse de sédimentation dépend de la taille
des molécules, de la forme des particules et de la densité. La vitesse de
sédimentation est définie par le coefficient de sédimentation en
unité Svedberg (S).